超纯RNA提取试剂盒说明书
Ultrapure RNA Kit
目录号：K0581
保存条件：Buffer RLT 2-8℃避光保存。其他组分室温（15-25℃）保存。
组分说明
Cat. No. K0581
Kit Size 50
Buffer RLT 60 ml
Buffer RW1 40 ml
Buffer RW2（concentrate） 11 ml
RNase-Free Water 10 ml
Spin Column RM 50
Collection Tube（1.5 ml） 50
Collection Tube（2 ml） 50
本产品仅供科研使用，请勿用于临床诊断及其他用途
产品简介
本试剂盒是基于TRIzon改进后的柱式总RNA提取试剂盒，裂解液充分裂解并匀质
化样本，采用*的硅基质膜吸附技术，通过离心吸附柱在高盐状态下高效专一的结
合溶液中的RNA，同时最大限度的有效除去蛋白质、无机盐离子及有机杂质等；可从
动物组织、植物材料、各种微生物及培养细胞等样品中快速提取总 RNA，每次可处理
30-50 mg组织或5×10细胞，可同时处理多个不同样品。本试剂盒提取得到的RNA可直
接应用于RT-PCR、Northern6 Blot、Dot Blot、体外翻译等实验。
产品特点
·纯度高：最大限度除去蛋白质等杂质，提取的RNA可直接用于下游各种实验。
·提取量大：*的裂解液配方，充分裂解细胞或组织，RNA提取量多至100 μg。
·快速：步骤少，操作简单，节省时间。
·兼容性强：适用于多种动植物组织和细胞RNA的提取。
自备试剂：氯仿(新开封或提取RNA专用)、70%乙醇(无RNase水配制)、无水乙醇。
实验前准备及重要注意事项
1．预防RNase污染，应注意以下几方面：
1）使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。
2）玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸
泡10分钟，用水*冲洗后高压灭菌。
3）配制溶液应使用无RNase的水。
4）操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。
2．样品应避免反复冻融，否则影响RNA提取得率和质量。
3．使用前若发现Buffer RLT有沉淀，可置于56℃水浴几分钟，即可溶解。
4．第一次使用前应按照试剂瓶标签说明在Buffer RW2中加入无水乙醇。
5．所有离心步骤若无特殊说明均在室温下进行，且所有操作步骤动作要迅速。
6．若下游实验对DNA非常敏感，建议用不含RNase的DNase I（货号：K2090A）对
RNA进行处理。
操作步骤
1．样品处理
1a.植物组织：取新鲜植物组织在液氮中充分研磨或将植物组织剪碎后直接在Buffer
RLT中迅速研磨，每30-50 mg组织加入1 ml Buffer RLT，混匀。
注意：样品体积一般不要超过Buffer RLT体积的10%。
1b.动物组织：取新鲜或-70℃冻存的动物组织尽量剪碎，每30-50 mg组织加入1 ml
Buffer RLT，匀浆仪进行匀浆处理。或在液氮中研磨后加入Buffer RLT 1 ml混匀。
注意：样品体积一般不要超过Buffer RLT体积的10%。
1c.单层培养细胞：吸去培养液，可直接在培养板中加入适量Buffer RLT（每10 cm 2
面积需要1 ml Buffer RLT），用取样器反复吹打使细胞裂解。也可用胰蛋白酶处理后，
将细胞溶液转移至RNase-Free的离心管中，300×g离心5 min，收集细胞沉淀，仔细
吸除所有上清，加入Buffer RLT 1 ml混匀。
注意：1）收集细胞数量不要超过1×107。
2）Buffer RLT加量根据培养板面积决定，不是由细胞数决定。如果Buffer RLT加量不足，可能导
致提取的RNA中有DNA污染。
3）收集细胞时一定要将细胞培养液去除干净，否则会导致裂解不*，造成RNA的产量降低。
1d.细胞悬液：离心收集细胞。每5×106 -1×107动物、植物和酵母细胞或每107细菌
注意：细胞加入1）加入1 mlBuffer Buffer RLT RLT前不要洗。 涤细胞，以免RNA降解。
2）一些酵母和细菌细胞可能需要匀浆仪或液氮研磨处理。
1e.血液处理：直接取新鲜的血液，加入3倍体积的Buffer RLT（推荐0.25 ml全血加入
0.75 ml Buffer RLT），充分振荡混匀。
1f.可选步骤：对于蛋白、脂肪、多糖或胞外物质含量高的样品，如肌肉组织、脂肪组
织或植物的块茎，可以在匀浆处理后4℃，12,000 rpm（~13,400×g）离心10分钟以除去不溶物质，此时沉淀中含胞外物质、多糖和高分子量的DNA，而RNA存在于上清中。
2．样品中加入Buffer RLT后反复吹打几次，使样本充分裂解。室温放置5分钟，使蛋白
核酸复合物*分离。
3．以每1 ml Buffer RLT加入200 μl氯仿的比例加入氯仿，盖好管盖，剧烈振荡15秒，
室温放置2分钟。
4．4℃ 12,000 rpm（~13,400×g）离心10分钟，此时样品分为三层：红色有机相，中间层和上层无色水相， RNA主要在上层水相中，将上层水相移到一个新的 RNase-
Free离心管（自备）中。
5．在得到的水相溶液中加入等体积的70%乙醇（无RNase水配制），颠倒混匀。
6．将上步所得溶液全部加入到已装入收集管（Collection Tube 2 ml）的吸附柱（Spin
Column RM）中。若一次不能加完溶液，可分多次转入。12,000 rpm离心20秒，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
7．向吸附柱中加入700 μl Buffer RW1，12,000 rpm离心20秒，倒掉收集管中的废液，
将吸附柱重新放回收集管中。
8．向吸附柱中加入500 μl Buffer RW2（使用前检查是否已加入无水乙醇），12,000
rpm离心20秒，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
9．重复步骤8。
10．12,000 rpm离心2 分钟，倒掉收集管中废液。将吸附柱置于室温数分钟，*晾干。
注意：这一步目的是将吸附柱中残余乙醇去除，乙醇残留会影响后续酶促反应（酶切、PCR等）。
11．将吸附柱置于一个新的无RNase离心管（Collection Tube 1.5 ml）中，向吸附柱的
中间部位加入30-50 μl RNase-Free Water，室温放置1分钟，12,000 rpm离心1分钟，收集RNA溶液，-70℃保存RNA，防止降解。
注意：1）RNase-Free Wate体积不应小于30 μl，体积过小影响回收率。
2）如果要提高RNA的产量，可用30-50 μl新的RNase-Free Water重复步骤11。
3）如果要提高RNA浓度，可将得到的溶液重新加入到吸附柱中，重复步骤11。
